Egidio Passero

Tecnico di laboratorio biomedico

HUMANITAS RESEARCH HOSPITAL - ROZZANO, MI

Attività svolte: indagini microscopiche, colturali e in biologia molecolare per la diagnosi di infezioni batteriche, fungine, parassitarie e virali.

Competenze di virologia:

• Utilizzo strumento ALYNITY per ricerca: Sars-Cov-2, HBV e HCV, Chlamydia trachomatis-Trichomonas-Neisseria gonorrhoeae, HPV; Sorveglianza attiva pazienti oncologici: monitoraggio infezioni da HHV6, CMV, EBV. Manutenzione settimanale e mensile dello strumento, carico/scarico reagenti, calibrazioni e controlli.
• Utilizzo strumento Elite INGENIUS per ricerca: Mycoplasmi urogenitali, EBV/CMV /HHV6/HSV/Varicella Zoster,Pneumocystis jiroveci/CMV. Manutenzione e pulizia dello strumento, calibrazioni e controlli, preparazione master mix.
• Utilizzo strumento Elite BEEGENIUS per sorveglianza infezioni da Candida Auris; diagnosi infezioni parassitologiche.
• Diagnosi infezioni respiratorie tramite strumento Biofire Film-array TORCH, su campioni di espettorato/broncolavaggio/tamponi rinofaringei.

Competenze di microbiologia:

• Semina campioni respiratori, urinocolture, coprocolture, tamponi vaginali etc.
• Gestione emocolture con strumento BACTEC; risemina dei positivi ed allestimenti preparati microscopici.
• Gestione frammenti tissutali, protesi articolari/valvolari, frammenti ossei, liquidi vari etc. con strumento BACTEC, per ricerca batteri aerobi e anaerobi; risemina dei positivi e allestimento preparati microscopici.
• Screening infezioni da batteri multi-resistenti: Stafilococchi MRSA, enterobatteri carbapenemasi-resistenti, enterococchi VRE. Allestimento colture e analisi in PCR con strumento GENEXPERT INFINITY. Screening infezioni da Acinetobacter. Diagnosi infezione da Clostridium Difficile.
• Ricerca virus/batteri intestinali mediante test rapidi: ricerca Adenovirus, Rotavirus, Helicobacter Pylori, Norovirus.
• Gestione campioni per ricerca parassiti intestinali; filtrazione delle feci e centrifugazione.
• Utilizzo dello strumento MALDI per identificazioni batteriche.
• Manutenzione strumentazione di laboratorio, controlli e calibrazioni.
• Chek-in campioni e gestione delle NON conformità.
• Allestimento antibiogrammi per batteri gram +, gram con ausilio del nefelometro PHOENIX AP; allestimento E-TEST.

Competenze di sierologia:

• Utilizzo strumento Liaison XL per indagini sierologiche; capacità di gestione campioni tramite automazione.
• Esecuzione test di conferma WB.
• Conoscenza software di gestione e validazione ATMOSPHERE.

Tirocinante

AZIENDA OSPEDALIERA UNIVERSITARIA FEDERICO II - NAPOLI, NA

Competenze e obiettivi raggiunti:

• Allestimento di preparati cromosomici e nuclei interfasici da colture cellulari o campioni trattati;
• Preparazione e fissaggio delle cellule su vetrini in condizioni ottimali per l'analisi microscopica;
• Applicazione delle tecniche di bandeggio differenziale, incluse: GTG (Giemsa Trypsin Giemsa); QFQ (Quinacrina);RBA (Reverse Banding con acridina arancio o Giemsa); CBG (bandeggio centromerico con bario);DA-DAPI (denaturazione acida seguita da colorazione con DAPI);
• Capacità di identificare problemi nei preparati (eccessiva dispersione, cattiva adesione, artefatti) e di attuare misure correttive;
• Gestione e conservazione corretta dei vetrini per analisi successive o archiviazione.
• Conoscenza e utilizzo di microscopi a fluorescenza con contrasto di fase e dei sistemi di acquisizione automatica e semiautomatica di immagini da microscopi ottici;
• Ricerca e selezione di metafasi e nuclei interfasici idonei alla successiva analisi;
• Acquisizione digitale delle immagini e loro elaborazione con software specifici;
• Conteggio dei cromosomi e assemblaggio del cariotipo umano;
• Valutazione della qualità dell'immagine e delle metafasi, con eventuale ripetizione dell'acquisizione;
• Archiviazione delle immagini secondo criteri standardizzati e tracciabili;
• Supporto tecnico-specialistico al biologo genetista nella definizione del percorso analitico.
• Uso e manutenzione ordinaria degli strumenti di codenaturazione e ibridazione;
• Esecuzione di FISH mono-, dual- e tri-color su nuclei interfasici (da campioni coltivati e non coltivati) e su metafasi;
• Applicazione della FISH per sequenze uniche, ripetute, telomeriche, centromeriche e su sezioni istologiche;
• Preparazione e trattamento dei campioni per la FISH, inclusa la denaturazione, l'ibridazione e i lavaggi post-ibridazione;
• Isolamento di plasmacellule da campioni ematologici mediante colonna o strumentazione automatica;
• Lettura e valutazione dei segnali fluorescenti con microscopio a fluorescenza;
• Archiviazione delle immagini FISH e tracciabilità dei dati